Hélène BOUVRAIS

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Travaux de recherche réalisés

La robustesse de positionnement du fuseau mitotique provient de la dynamique des microtubules et de la restriction des générateurs de force dans une région postérieure

Nous avons révélé un contrôle positionnel des forces de traction, qui dépend de la dynamique des microtubules et de la présence d’une région active où les générateurs de forces sont localisés, cette région étant sondée par les microtubules astraux (Bouvrais et al., 2018). Ce contrôle positionnel associé au contrôle temporel du cycle cellulaire, proposé par ailleurs, explique totalement la régulation des forces de traction en début d’anaphase. Ainsi, la position du fuseau influence la disponibilité corticale des microtubules sur lesquels les générateurs de force actifs, eux-mêmes contrôlés par la progression du cycle cellulaire, peuvent tirer. Ce double contrôle permet d’avoir une robustesse aux changements de géométrie cellulaire et aux variations modérées du nombre de générateurs de force actifs. La position finale du fuseau est quant à elle dépendante de la bande LET-99, qui restreint la région des générateurs de force actifs à un croissant postérieur, alors que le nombre de microtubules ou le nombre et l’activité des générateurs de force ont peu d’influence.

La triple régulation des forces de traction

Nous avons développé l’outil DiLiPop, « Distinct Lifetime subPopulation » (qui permet d’identifier des comportements dynamiques multiples au sein d’un échantillon) et montré qu’il existe deux populations au sein des microtubules  contactant le cortex, l’une à temps de résidence courts ( 0.4 s) reflétant les forces de traction et l’autre à temps de résidence longs (1.5 s) montrant les forces de poussée.

Ayant désormais une mesure directe des forces de positionnement du fuseau mitotique, et de leurs évolutions dans l’embryon et au cours de la mitose, nous avons révélé leurs régulations et leur coordination (Bouvrais et al., 2021).

  • Contrôle spatial des forces de traction par un taux d’attachement de la dynéine aux microtubules plus élevé en postérieur (probablement régulé par les protéines GPR-1/2) du début de la métaphase à la fin de l’anaphase. Cette asymétrie du taux d’attachement de la dynéine est suffisante pour récapituler correctement la position finale du fuseau mitotique.
  • Contrôle temporel des forces de traction par l’augmentation de la processivité des moteurs dynéines au cours de l’anaphase, reflétant donc la progression mitotique.
  • Indépendance entre les contrôles des forces de traction par la position du fuseau et  par la polarité, qui est lui-même indépendant de la régulation par la progression mitotique.

Enfin, nous avons mesuré à l’échelle microscopique que les forces de poussée, qui dominent durant la métaphase, permettent le maintien précis et stable du fuseau au centre de la cellule. Durant l’anaphase, les forces de traction deviennent dominantes et permettent alors le déplacement postérieur.

Projets de recherche actuels et futurs

L’outil DiLiPop nous permet d’avoir une lecture des forces corticales de traction et de poussée avec des résolutions spatiale et temporelle fines, et ouvre donc la porte à de nouvelles études. Nous souhaitons notamment étudier comment les forces externes au fuseau mitotique peuvent être affectées par des changements au sein du fuseau mitotique (e.g. défauts chromosomiques).

Nos précédents travaux ont révélé le rôle majeur de la dynamique des microtubules dans le positionnement du fuseau mitotique (Bouvrais et al., 2018; Bouvrais et al., 2021). Qu’en est il des propriétés mécaniques des microtubules, telles que la rigidité de courbure ? Nos résultats préliminaires suggèrent que ces propriétés sont régulées in vivo. Cela peut se faire de diverses façons : formation de faisceaux de microtubules, couplage des protofilaments entrainant une rigidification des microtubules, couplage mécanique avec l’environnement élastique, modifications post-traductionnelles, présence de trous ou défauts le long des microtubules. Nous interrogerons ces différents mécanismes possibles chez l’embryon de C. elegans.

Publications majeures

H. Bouvrais, L. Chesneau, Y. Le Cunff, D. Fairbrass, N. Soler, S. Pastezeur, T. Pécot, C. Kervrann, J. Pécréaux, "The coordination of spindle-positioning forces during the asymmetric division of the C. elegans zygote is revealed by distinct microtubule dynamics at the cortex", EMBO Reports, 2021.

H. Bouvrais, L. Chesneau, S. Pastezeur, M. Delattre, J. Pécréaux, “Microtubule Feedback and LET-99-Dependent Control of Pulling Forces Ensure Robust Spindle Position”, Biophysical Journal115(11), 2189-2205, 2018.

M. Holmstrup, H. Bouvrais, P. Westh, C. Wang, S. Slotsbo, D. Waagner, K. Enggrob, J.H. Ipsen, “Lipophilic contaminants influence cold tolerance of invertebrates through changes in cell membrane fluidity”, Environ. Sci. Technol., 48(16): 9797–9803, 2014.

H. Bouvrais, L. Duelund, J.H. Ipsen, “Buffers affect the bending rigidity of model lipid membranes”, Langmuir, 30(1): 13-16, 2014.

H. Bouvrais, P. Westh, M. Holmstrup, J.H. Ipsen, “Analysis of the shape fluctuations of reconstituted membranes using GUVs made from lipid extracts of invertebrates”, Biology Open, 2:373-378, 2013.

H. Bouvrais, F. Cornelius, J.H. Ipsen, O.G. Mouritsen, “Intrinsic reaction-cycle time scale of Na+,K+-ATPase manifests itself in the lipidprotein interactions of nonequilibrium membranes”, PNAS, 109(45): 18442-18446, 2012.

H. Bouvrais, T. Pott, L.A. Bagatolli, J.H. Ipsen, P. Méléard, “Impact of membrane-anchored fluorescent probes on the mechanical properties of lipid bilayers”, Biophys. Biochim. Acta, 1798(7): 1333-1337, 2010.

H. Bouvrais, P. Méléard, T. Pott, K.J. Jensen, J. Brask, J.H. Ipsen, “Softening of POPC membranes by magainin”, Biophysical chemistry, 137: 7-12, 2008.

T. Pott, H. Bouvrais, P. Méléard, “Giant unilamellar vesicle formation under physiologically relevant conditions”, Chem. Phys. Lip., 154 : 115-119, 2008.